Partie 1 (10 points) Exposé organisé de connaissances (obligatoire et spécialité) Immunologie D'après sujet national, juin 2001, I Corrigé Introduction Les réactions immunitaires acquises se déclenchent lorsqu’un antigène est détecté par une cellule spécialisée à la surface d’une cellule présentatrice d’antigène (CPA) qui l’exprime. À la suite de cette phase d’induction se produit une phase de stimulation des cellules effectrices. Dans le cas des réponses à médiation humorale qui impliquent la production d’anticorps, molécules effectrices formant avec les antigènes des complexes immuns détruits  ensuite par phagocytose, le déclenchement de la réponse résulte de l’activation de lymphocytes B (LB) à l’origine de plasmocytes sécréteurs d’anticorps. Cette activation est due à des messagers chimiques produits notamment par des lymphocytes T4 (LT4) et par des CPA. Nous examinerons les différents étapes de ce mécanisme jusqu’à la formation des complexes immuns entre antigènes et anticorps. Présentation de l’antigène La phase d'induction commence lorsque des phagocytes comme les macrophages, ayant phagocyté et digéré des éléments étrangers portant des antigènes (bactéries par exemple), rencontrent dans les organes lymphoïdes secondaires (ganglions lymphatiques) des cellules immunocompétentes capables de reconnaître par leur récepteur spécifique un déterminant antigénique (épitope) qu’elles leur présentent. En effet, les macrophages expriment, en association avec les molécules du CMH, les déterminants antigéniques issus des produits de la phagocytose. Les lymphocytes T4 auxiliaires (LT4) qui sont capables de se lier à l’antigène présenté par la CPA sont sélectionnés (sélection clonale). Stimulation des LT4 et des LB La liaison entre LT4 et CPA aboutit à la sécrétion par ces dernières de messagers chimiques, les cytokines (interleukines notamment) qui stimulent les LT4 sélectionnés. Les LT4 répondent à ces messages en proliférant et en sécrétant eux mêmes des cytokines. Ces dernières agissent sur des lymphocytes B. Toutefois, seuls les LB reconnaissant le même antigène que les LT4 sont stimulés. D’autre part, certains LT4 se transforment en lymphocytes mémoire. La production des anticorps La stimulation des LB provoque leur prolifération, leur différenciation en plasmocytes et la production d’anticorps. Ce sont ces derniers qui, en se liant aux antigènes, vont former des complexes antigène anticorps permettant de les neutraliser car ils ont la même spécificité que les cellules à l’origine de la réponse.  Le schéma ci-dessous résume l’ensemble de ces phénomènes.

Mécanismes de la production d'anticorps

Conclusion Ainsi, les CPA ayant phagocyté un antigène étranger sont capables de déclencher une réponse aboutissant à la formation de complexes antigène anticorps selon une cascade d’interactions cellulaires par voie essentiellement chimique intéressant CPA, lymphocytes T4 et B. Toutefois, la réponse immunitaire humorale ne se termine pas avec la formation des complexes antigène anticorps qui doivent être éliminés de l’organisme. Cette fonction est assurée également par des cellules phagocytaires comme les macrophages mais aussi les granulocytes. Partie 2-1 (4 points) Exploitation de documents (obligatoire et spécialité)  Parenté entre les êtres vivants actuels et fossiles  D'après sujet national, juin 2001, II Corrigé Introduction De nombreux arguments depuis l’échelle moléculaire jusqu’à celle des organismes et des populations accréditent l’idée d’évolution. Les documents présentés illustrent notamment l’évolution des vertébrés à partir de l’anatomie comparée et à partir de l’évolution d’une famille d’hormones polypeptidiques. Comme une protéine est codée par un gène, l’étude de l’évolution moléculaire est révélatrice des mécanismes génétiques en cause. L’évolution des espèces Le document 1 présente le squelette du membre antérieur de six vertébrés, deux fossiles et quatre actuels. Il montre que chez chacun d’eux, le squelette du membre est formé des mêmes pièces osseuses, humérus, radius et cubitus, main. Toutefois, la forme et l’agencement des os varient selon l’espèce considérée. Bien qu’assurant des fonctions différentes, nage chez le poisson, vol chez l’archæoptéryx et l’oiseau, locomotion chez l’amphibien et le reptile, préhension chez l’homme, il s’agit d’organes homologues car ils sont formés des mêmes pièces ayant la même origine embryonnaire. Communs à tous les vertébrés tétrapodes actuels, ils montrent que ces derniers ont un ancêtre commun disparu dont le membre antérieur comportait déjà les mêmes os. Ce type de membre est apparu chez des poissons et a ensuite évolué différemment chez les amphibiens, les reptiles, les oiseaux et les mammifères. Ainsi, les espèces actuelles dérivent des espèces plus anciennes au cours de l’évolution et les vertébrés tétrapodes actuels descendent d’un poisson chez lequel les membres typiques de ce groupe sont apparus. En outre, une telle radiation évolutive est rendue possible parce que le même plan d’organisation se prête à de nombreuses variations permettant des fonctions différentes (vol, nage, etc.). Si les structures anatomiques évoluent au cours de l’évolution, c’est qu’il en est de même des gènes. Le document 2 illustre ainsi l’évolution moléculaire. Mécanismes génétiques Le document 2 présente la structure primaire (séquence) de trois hormones polypeptidiques des vertébrés, la vasotocine, l’ocytocine et la vasopressine (ADH). Leur séquence est très proche puisque sur neuf acides aminés il n’y a qu’un seul acide aminé qui diffère entre la vasotocine et les deux autres. Cette similitude de séquence est interprétée comme le signe d’une origine commune de ces molécules et des gènes qui les codent. En outre, le tableau du document montre que la vasotocine est la plus ancienne des trois, apparue chez les poissons osseux où elle est seule présente. L’ocytocine et la vasopressine résulteraient d’une duplication du gène de la vasotocine. L’ocytocine, présente chez les amphibiens apparus il y a 360 Ma date donc de cette époque tandis que la duplication du gène ayant abouti à l’ADH, présente chez les mammifères date de 200 Ma. Les séquences montrent que c’est le gène de la vasotocine qui a été dupliqué deux fois car l’ocytocine et l’ADH ne diffèrent chacune de la vasotocine que par un seul acide aminé et donc que leurs gènes ne diffèrent que par un seul codon. Comme les mutations réverses sont rares, on en déduit que les gènes de l’ocytocine et de la vasopressine résultent d’une duplication du gène de la vasotocine sur deux autres chromosomes suivie dans chaque cas d’une mutation différente, la première datée de l’apparition des amphibiens, la seconde de celle des mammifères. Ce mécanisme d’évolution des gènes est connu aussi pour d’autres protéines, par exemple les hémoglobines. De tels mécanismes d’évolution génétique peuvent notamment expliquer la complexification du génome au cours de l’évolution. En effet, les gènes dupliqués peuvent évoluer indépendamment aboutissant à de nouvelles protéines sans que les fonctions de la protéine initiale soient modifiées. Conclusion Ainsi, non seulement les documents accréditent l’idée de parentés entre espèces différentes et d’évolution biologique mais ils montrent en outre que des mécanismes génétiques peuvent expliquer l’origine d’innovations majeures au cours de l’évolution. Partie 2-2 (6 points) Exploitation de documents (enseignement obligatoire) Stabilité et variabilité des génomes  D'après Polynésie, juin 2000, III Corrigé Introduction Au cours de la formation des gamètes se produit la méiose, ensemble de deux divisions précédées d'une seule biosynthèse d'ADN donnant des cellules haploïdes. Au cours de la méiose, les allèles portés par les chromosomes homologues descendant des gamètes parentaux sont redistribués entre les cellules filles haploïdes. On appelle ce phénomène brassage génétique. Nous montrerons que les informations tirées des documents  permettent d'identifier un brassage interchromosomique, lié à la ségrégation indépendante des chromosomes, et un brassage intrachromosomique, lié à des échanges de segments chromosomiques entre chromatides sœurs. Il en résulte la formation de nouvelles combinaisons alléliques pouvant conduire à des génotypes et à des phénotypes différents de ceux des parents. Gènes et allèles considérés dans les croisements Les croisements présentés dans le document 2 concernent des gènes que l'on peut localiser sur la carte chromosomique du document 1. Les mutations black et cinnabar concernent deux gènes, contrôlant respectivement la couleur du corps et celle de l'œil, situés sur le même chromosome, le chromosome II, à 9 centimorgans de distance l'un de l'autre. Il s'agit donc de gènes liés puisque situés sur un même chromosome. En revanche, la mutation cardinal, qui concerne un autre gène contrôlant la couleur de l'œil, se trouve sur le chromosome III. Ainsi, les allèles black/corps sauvage et cardinal/œil normal, correspondent à des gènes indépendants puisque situés sur des chromosomes différents. Brassage interchromosomique Le brassage interchromosomique est révélé par les croisements réalisés entre souches qui diffèrent par les allèles de gènes indépendants. En effet, dans ce cas, lors de la méiose, les gènes ont le même comportement que les chromatides individuelles et les différents allèles se répartissent de manière équiprobable dans les gamètes. Considérons la deuxième série de croisements où sont en cause les mutations black et cardinal. La génération F1 étant entièrement sauvage, les deux allèles mutés sont récessifs par rapport aux allèles sauvages correspondants. En effet, les mouches P1 sont homozygotes pour black (c'est indiqué dans le texte) et pour cardinal puisqu'il s'agit d'un allèle récessif qui s'exprime. Quand elles sont croisées avec des mouches sauvages, la génération F1 qui en résulte présente un phénotype sauvage, ce qui montre que les parents sauvages étaient homozygotes. Les descendants F1 doivent avoir un génotype hétérozygote puisqu'ils reçoivent de leurs parents un allèle sauvage et un allèle muté de chacun des deux gènes. Le croisement F1 x P1, qui est un croisement test (croisement en retour) le confirme. On obtient quatre phénotypes en proportions semblables (corps sauvage, œil sauvage ; corps black, œil sauvage ; corps sauvage, oeil cardinal ; corps black et œil cardinal) traduisant la répartition au hasard dans les cellules filles des chromosomes homologues lors de la première division et des chromatides sœurs lors de la seconde.  Les croisements effectués peuvent être résumés de la façon suivante : Black : bl+>bl ; cardinal : cd+>cd Premier croisement :  P1   X  Sauvage Génotypes :  bl//bl ; cd//cd          bl+// bl+ ; cd+//cd+ Phénotypes :    [bl, cd]                     [bl+, cd+] Gamètes :          bl, cd ; 100 %          bl+, cd+ ; 100 % F1 : Génotype :   bl+// bl ; cd+//cd  Phénotype :       [bl+, cd+] Croisement test :  F1   X  P1  Génotypes : bl+// bl ; cd+//cd    bl//bl ; cd//cd Phénotypes :     [bl+, cd+]            [bl, cd] Gamètes (gènes indépendants) :  Gamètes F1 :  bl+, cd+ ; bl+, cd ; bl, cd+ ; bl, cd (4 x 25 %)  Gamètes P1 :  bl, cd (100 %) Résultats :  Génotypes : bl+// bl, cd+//cd ; bl+// bl, cd//cd ; bl//bl, cd+//cd ; bl//bl, cd//cd (4 x 25 %) Phénotypes : [bl+, cd+] ; [bl+, cd] ; [bl, cd+] ; [bl, cd] (4 x 25 %) Les proportions attendues des quatre phénotypes étant égales aux proportions observées, elles confirment la ségrégation indépendante des chromosomes II et III qui portent les gènes considérés. Brassage intrachromosomique La première série de croisements concernant des gènes liés illustre le brassage intrachromosomique. La distance de 9 centimorgans entre les locus des deux gènes donnée par la carte génétique indique que le pourcentage de recombinaison atteint 9 %. Lors d'un croisement test (effectué entre hétérozygotes pour les deux gènes black et cinnabar et doubles homozygotes), la recombinaison des gènes situés sur un même chromosome confirme que des échanges de segments chromosomiques se sont produits lors de la prophase I de la méiose chez les individus F1 puisque de nouvelles combinaisons d'allèles se manifestent (corps noir, œil normal ; corps normal, œil rouge). Si on obtient 8 % de recombinants au lieu des 9 % indiqués par la carte, c'est parce que le pourcentage observé est toujours légèrement sous évalué à cause des doubles crossing-over qui ne se manifestent pas dans le phénotype. La fréquence des recombinaisons est bien proportionnelle à la distance entre les locus des deux gènes, caractéristique à la base de la construction de la carte génétique. En outre, le document 3 montre, sur une photographie prise au microscope, les échanges de segments chromosomiques qui se produisent lors de la prophase I. Le cliché montre un bivalent, ensemble de deux chromosomes homologues réunis lors de la prophase I. Le bivalent comporte quatre chromatides identiques deux à deux puisque résultant de la réplication de l'ADN avant la méiose. Des chiasmas, entrecroisements des chromatides sœurs, sont visibles. Les échanges entre chromatides sœurs, les crossing-over, à l'origine de la recombinaison des gènes situés sur un même chromosome se produisent à ce niveau.  La figure ci-dessous schématise un bivalent lors de la prophase I de la méiose avec un crossing over entre les deux gènes liés bl+//bl et cn+//cn représentés par A//a et B//b et leur destinée ultérieure. Brassage intrachromosomique Conclusion Lors de la méiose, qui assure le passage de l'état diploïde à l'état haploïde nécessaire à la fécondation, les allèles sont redistribués dans les cellules filles. Chez les hétérozygotes, les cellules filles peuvent recevoir l'un ou l'autre de deux allèles différents. Si l'on considère plusieurs gènes, de nouvelles combinaisons alléliques se forment dans les gamètes en raison du brassage génétique et selon leur localisation les mécanismes de brassage sont différents. Les gènes indépendants sont redistribués indépendamment avec une égale probabilité. Au contraire, la redistribution des allèles des gènes liés, qui dépend de la fréquence des crossing-over, se produit avec une probabilité proportionnelle à leur distance sur le chromosome. On parle respectivement de brassage interchromosomique et intrachromosomique.